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两种更多测试的模拟分析信号放大技术是免疫PCR和生物条形码分析。免疫PCR通过将检测抗体标记为DNA分子，然后使用PCR进行扩增和定量，从而提高灵敏度。生物条形码分析利用了与DNA“条形码”标记的抗分析物纳米颗粒，这些纳米颗粒在与捕获在金微粒上的分析物结合后，从纳米颗粒上脱杂以进行定量。这两种方法相对于传统免疫分析法的灵敏度提高了10到100倍，但尚未整合到所需的全自动系统中，也未用于多重分析。为了比较大限度地加速药物发现、验证新型生物标志物并将分子水平诊断引入临床主流，需要一种具有高效率、高质量数据和成本效益的稳健、多重超灵敏蛋白质检测技术。

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单分子酶检测到的比较低酶分子数假设蛋白质检测分析的更终灵敏度为背景信号可能由非特异性相互作用产生。为了评估内在敏感性，我们通过将400,000个带有生物素的珠子与不同浓度的酶缀合物链霉亲和素-阝-半乳糖苷酶（S阝G）混合，创建了具有明确酶与珠子比例的珠子群体。为了方便起见，生物素化珠子是通过将生物素化DNA与功能化的珠子杂交提供的。互补DNA。[我们注意到，该实验不应被视为敏感的DNA检测；该检测的敏感性受到非特异性相互作用的限制，如补充图2所示，这些相互作用发生在酶缀合物和表面结合的DNA之间。 国产数字ELISA价格芯弃疾JX-8B单分子ELISA检测产品，低成本、便捷、快速进行微量样本的检测；

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动力学上，对于200,000个微球分散在100μL中，珠子之间的平均距离约为80μm。大小为TNF-α和PSA（分别为17.3和30kDa）的蛋白质将在不到1min的时间内扩散80μm。表明，在2小时的孵育过程中，蛋白质分子的捕获不会受到限制动力学上。其次，必须有足够的珠子被加载到阵列上以限制泊松噪声。200,000个珠子加载到50,000孔阵列中，通常会导致20,000–30,000个微球被困在1mL孔中。对于典型的背景信号为1%活性微球（见下文），这种装载导致背景信号为200-300个活性微球检测到，对应于泊松噪声的可接受变异系数（CV）为6-7%。第三，过高的微球浓度可能导致：a）非特异性结合增加，降低信噪比；以及b）分析物与微球的比例过低，导致活性微球的比例过低，从而导致泊松噪声引起的高CV。这些因素的平衡NatBiotechnol.作者手稿；可在PMC2010年12月1日获得。Rissin等人第5页因素意味着每100μLoftest样品含有20万到100万颗珠子是比较好的数字ELISA。同时，为了获得可接受的背景信号（1%）和泊松噪声）。

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通过在离散的飞升微孔阵列中分离和检测单个免疫复合物，实现数字ELISA已使在亚细胞水平上测量血清中临床重要的蛋白质成为可能飞摩尔浓度。我们认为，与之前报道的方法相比，数字ELISA表现出的不敏感性改善将转化为诊断上的好处。例如，在本研究中测定的30个RP样品中有9个样品的PSA水平低于基于纳米颗粒标签的先前比较高灵敏度PSA测定的LOD17。 芯弃疾JX-8B单分子普惠化ELISA检测产品，微量检测，使用10uL样本就能测试；

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将200,000个功能化DNA捕获探针与100μL孵育含有目标DNA的溶液(5‘-TTGACGGCGAAGACCTGGATGTATTGCTCCTCTGAACGGTAGCATCTTGACAAC-3‘孵育2小时后，移除DNA靶标溶液，用0.2×SSC缓冲液洗涤珠子三次含有0.1%Tween-20的微球重新悬浮并与10nM混合生物素标记的信号探针(5‘-TACATCCAGGTCTTCGCCGTCAA/生物素/-3’）对目标DNA具有特异性，孵育1小时。然后将珠子在去除信号探针后用含0.1%吐温-20的0.2×SSC缓冲液洗涤三次。随后向珠子沉淀中加入10pMS阝G溶液，混匀并混合1小时。然后将珠子分离并在含0.1%吐温-20的5×PBS缓冲液中洗涤六次。重悬于10μLofPBS中并加载到飞升微升孔阵列上。 芯弃疾JX-8B单分子小型化ELISA检测产品，微量多重检测，微量样本就能同时测试4项指标；亚皮克级数字ELISA检测平台开发

数字 ELISA 芯片生物相容性优异，表面处理减少蛋白吸附，保障复杂样本检测稳定性。单分子免疫检测数字ELISA使用速度

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从TNF-α数字ELISA测定的检测限为~150aM（2.5fg/mL），相当于全血中的~600aM（10fg/mL）；市场上可用的ELISA对TNF-α的比较高灵敏度在血清中的LOD为21fM(0.34pg/mL）（补充图3）。两种方法的目标蛋白零浓度尖峰均为为这些实验提供有用的阴性对照：25%的血清含有多种蛋白质的微摩尔浓度，在这些高蛋白质背景之上可以检测到非常低浓度的目标蛋白。我们还开发了一个证明用于显示低浓度核酸可以检测到的DNA的主要数字分析方法，而无需复制目标

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